Livestock Research for Rural Development 18 (2) 2006 Guidelines to authors LRRD News

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Evaluación de sustratos y cultivos trampa bajo condiciones controladas para la obtención de hongos micorrízogenos de Aliso (Alnus acuminata H.B.K.)

M Molina, M Medina* y L F Restrepo*

 Secretaría de Agricultura y Desarrollo Rural de Antioquia, Colombia
* Universidad de Antioquia, Grupo GRICA, Facultad de Ciencias Agrarias, AA. 1226, Medellín
maumolina243@yahoo.es  ;   solmedina@agronica.udea.edu.co


Resumen

En los sistemas silvopastoriles de trópico alto, el lento crecimiento de los árboles ha generado el planteamiento de estrategias como es el uso de microorganismos para estimular su crecimiento, donde se destacan los hongos micorrizógenos. Estos organismos pueden ser aislados, seleccionados, multiplicados e incorporados al suelo en forma de inóculos. El proceso de inoculación es complejo, por una parte, implica diseñar métodos de aislamiento, selección, multiplicación e incorporación adecuados para cada especie o propósito. En el presente trabajo se comparó la efectividad de los pastos Brachiaria (Brachiaria decumbens) y Raygrass Beef Builder (Lolium perenne) como cultivos trampa y la incidencia de distintos sustratos para la multiplicación de hongos micorrizógenos nativos. Para ello, se empleó un diseño en bloques aleatorizados donde el efecto del bloque se asoció con el pasto y los tratamientos correspondieron a suelo del Municipio de Jardín (Antioquia) desinfectado con Bazamid (3,5 - dimetil - (2H) - tetrahidro - 1,3,5 - tiadazina - 2 - tiona (98%) en razón de 80 g/m2 , suelo de Jardín a 120ºC y 15 PSI y un sustrato estéril compuesto de cuarzo, vermiculita, caolinita (2:1:0.5) secado a 60ºC. El ensayo se mantuvo en el vivero del Laboratorio de Edafología y Especies Forrajeras de la Universidad de Antioquia (Medellín) durante cuatro meses con condiciones de riego controladas. En cada una de las unidades experimentales se evaluó número de esporas/g de suelo seco y se cualificaron los hongos implicados en la simbiosis.

El análisis descriptivo permitió establecer que el pasto Raygrass y el tratamiento suelo de Jardín desinfectado con Bazamid fueron los de mejor comportamiento en cuanto a promedio y variabilidad de los hongos micorrizogenos multiplicados.

Palabras clave: Aliso, cultivo trampa, micorriza arbuscular, suelo, sustrato



Evaluation of substrates and culture traps for collecting Alder mycorrhizal fungi (Alnus acuminata H.B.K.)

Abstract

In the tree grass systems of the high tropics, the slow growth slow of the trees has generated the exposition of strategies such as the use of microorganisms to stimulate growth, especially the mycorrhizal fungi. These organisms can be isolated, selected, multiplied and incorporated into the soil around the plants by inoculation. The inoculation process is complex; on the one hand, it implies the design of methods of isolation, selection, multiplication and incorporation adapted for each species or desired effect. In the present research we compared the effectiveness of the grass Brachiaria (Brachiaria decumbens) and Raygrass Beef Builder (Lolium perenne) as culture traps and the incidence of different substrates for the multiplication of native mycorrhizal fungi. The experimental design was randomized blocks where the effect of the block was associated with the grass. The treatments were: soil from Jardín (Antioquia) disinfected with Bazamid (3.5 - dimetil - (2H) - tetrahydro - 1.3.5 - tyadazine - 2 - tiona (98%) 80 g/m2, sterilized soil and a sterilized substrate constituted by a mixture of quartz, vermiculite, caolinite (2:1:0,5) dried to 60°C.

The essay was conduced in the glass house of the Laboratory of Edafology of the University of Antioquia (Medellín). The essay was maintained with controlled irrigation for four months. In each experimental unit was evaluated number of spores/g of dried soil and the fungi implied in the symbiosis were described. The descriptive analysis indicated that the Raygrass  (Lolium perenne) with the treatment of soil from Jardín with Bazamid was the best, when the average and variability of the mycorrhizal fungi were evaluated.

Key words: alder, mycorrhiza, soil, substrate, trap cultures, trees


Introducción

Entre las principales causas atribuibles a la baja productividad y pérdida de la biodiversidad de los sistemas de producción bovina en los trópicos se encuentra la degradación de las pasturas, relacionada a su vez con la destrucción de los bosques y selvas tropicales, mediante la tumba y la quema, para dar paso a las praderas de gramíneas dirigidas a la cría de bovinos. La problemática expuesta indica que se requiere establecer sistemas de producción sostenible y adaptable al trópico, entre los que se encuentran los sistemas silvopastoriles, los cuales representan una alternativa viable para la ganadería bovina. En estos sistemas se han encontrado múltiples beneficios reportados a través de diversas investigaciones (Murgueitio y Molina 2001). No obstante, su adopción e implementación por parte de los productores aún es muy lenta, relacionándose en gran parte, con los largos períodos de tiempo que el productor debe dejar sin utilizar los potreros luego de la siembra de los árboles y arbustos. El productor generalmente debe esperar entre 12 y 24 meses como mínimo, según la especie y el uso al que se destinará (ramoneo, sombra, maderable, otros), antes de poder introducir animales en el sistema, en caso tal si se introducen antes, cuando aún los árboles no están anclados con sus raíces y no han alcanzado la altura y vigorosidad que impida el daño por los animales, su sobrevivencia se vería comprometida y con esto, el éxito del sistema.

La situación es aún más crítica en sistemas ganaderos de trópico alto, debido a que el tamaño de los predios es pequeño, dificultándose la destinación de áreas para establecimiento de árboles, con su respectivo aislamiento por largos períodos de tiempo mientras los árboles crecen. En estas zonas, ubicadas a más de 1800 msnm, la luminosidad disminuye (Sadanandan y Brown 1997), el crecimiento de los árboles es menor comparado con los árboles que se establecen en zonas de trópico medio y bajo, y por lo tanto, se retarda aún más el uso de los sistemas silvopastoriles. Además, para estos sistemas andinos existen pocas especies arbóreas para sistemas silvopastoriles y se desconocen en muchos casos datos completamente relacionados con aspectos como crecimiento y desarrollo, exigencias nutricionales e interrelación entre microorganismos del suelo (Ruiz 1985).

En el corregimiento de Santa Elena Antioquia a 2350 msnm y 15ºC, la especie Acacia decurrens en un sistema silvopastoril implementado presentó una alta tasa de crecimiento 0.7m a la edad de 5 meses y 3.2m a los 14 meses y diámetro a la altura del pecho de 8.2cm, donde se incorporaron los animales por primera vez en el sistema a los 17 meses de establecidos los árboles (Giraldo 2000).

El Aliso (Alnus acuminata H.B.K.) es una especie heliófila, crece fácilmente en sitios sin vegetación, en pastizales, sitios erosionados, taludes de carreteras y derrumbes, requiere humedad y luz para su crecimiento rápido en altura durante los primeros años y puede alcanzar alturas de 25-40m y diámetros entre 45-75cm a la altura del pecho, con rendimientos promedios desde 10 hasta 15m3/ha/año. En Caldas (Colombia) se ha encontrado un rendimiento medio anual de 12.6m3/ha/año, a la edad de 19 años y un índice de sitio promedio de 21m, así mismo se han encontrado tasas de crecimiento de 0.33cm/día durante 60 días en vivero. Posee simbiosis radical con actinomicetos del género Frankia que fija N. Conforma casi siempre bosques altos abiertos, o cordones a lo largo de quebradas. Soporta relativamente bien las heladas, las cuales en ocasiones podrían retardan su crecimiento (Escobar et al 1993; García 1990; Ruiz 1985; Restrepo 2002).

Esta especie crece bien asociada con los géneros Pennisetum, Holcus, Chusquea, Salvia, Miconia y Weinmannia, tanto en bosques abiertos como en bosques cerrados o para la formación de sistemas silvopastoriles. La asociación de aliso con pasto, especialmente Pennisetum clandestinum y Pennisetum purpureum, es una práctica tradicional entre 1300 y 2500msnm en Costa Rica, además se asocia fácilmente con otras especies como el arboloco (Montonoa ovalifolia), roble (Quercus humboldti), siete cueros (Tibouchina lepidota) (Carlson y Dawson 1985; Restrepo 2002; Ruiz 1985; Del Valle y González 1987).

En el Departamento de Caldas se encontró en una plantación de Alnus acuminata de 2,5 años de edad, con densidad de 1200 árboles/ha, la cantidad de 188 Kg/ha de N fijado, el crecimiento en altura de esta especie tuvo una alta correlación con la abundancia de Pennisetum clandestinum (r=0,83), esto sugiere que este pasto puede ser indicador de un buen sitio para el aliso y un mejor crecimiento de éste debido a la alta fijación de N ejercida por los nódulos de la raíz del Aliso (Carlson y Dawson 1985; Ruiz 1985). En otro estudio silvopastoril, el nivel de proteínas del pasto y el peso de los terneros fue 33% superior comparado con el caso en que no se tenía la especie (Restrepo 2002)

Toda la situación anterior ha generado el planteamiento de estrategias como es el uso de microorganismos para estimular el crecimiento (Sadanandan y Brown 1997). Esta alternativa ha tomado gran auge en los últimos años porque además de ser una opción ecológica, puede ser utilizada de forma complementaria con otras estrategias. Al respecto, Pate (1994) considera que el uso adecuado de los microorganismos del suelo, permite lograr una agricultura sostenible práctica y económica para cada unidad agrícola e impulsa el reciclaje para mejorar la fertilidad del suelo, convirtiéndose en una alternativa para contribuir al establecimiento de sistemas de producciones sostenibles, competitivas y rentables.

Entre los microorganismos de mayor uso se destacan los hongos micorrizógenos. Estos organismos pueden ser aislados, seleccionados, multiplicados e incorporados al suelo o a las plantas en forma de inóculos. El proceso de inoculación es complejo, por una parte, implica diseñar métodos de aislamiento, selección, multiplicación e incorporación adecuados para cada especie o efecto deseado y por otra, implica determinar las condiciones y técnicas culturales que permitan una óptima manifestación de los efectos. Esta complejidad hace que su efecto no sea predecible bajo todas las condiciones ni para todas las especies. Por lo tanto, es importante incentivar la investigación al respecto, así como profundizar en el conocimiento de sus principios de funcionamiento y de los resultados encontrados en su uso (Barea 2003). Así mismo, Sieverding (1990) afirman que existe un desconocimiento acerca de la efectividad de las especies nativas frente a las introducidas.

Read (1991) hace un planteamiento biogeográfico según el cual cada tipo de micorriza, tendría un juego particular de atributos y funciones adaptados a un ecosistema y ambiente edáfico particular.

La presencia de uno u otro tipo de micorriza en una determinada área, parece estar relacionada en todo caso con la latitud, altitud, la composición florística y el tipo de suelo en particular, en lo relativo a pH, fósforo, materia orgánica y disponibilidad de nutrientes. Por lo tanto, el desarrollo de la micorriza se puede ver afectado por el comportamiento de variables ambientales como los factores abióticos (propiedades físico-químicas del suelo, variaciones climáticas) y factores bióticos (tipo de comunidad vegetal, condiciones fisiológicas de las planta hospedera, interacciones con otros organismos, prácticas antrópicas) (Guerrero 1996; Dodd y Thompson 1994). De igual manera, las interacciones entre las micorrizas arbusculares (MA) y la fauna del suelo también afectan de manera importante el comportamiento ecológico de la micorriza, donde microartrópodos y nemátodos fungívoros se alimentan de las hifas externas del micelio micorrícico (Fitter y Garbaye 1994).

Por todo lo anterior, en la obtención de los propágulos de hongos micorrízogenos provenientes de un sitio, suelo o cultivo, es necesario tomar porciones de suelo cerca de las plantas que incluyan raíces, en la zona de influencia denominada rizósfera; seleccionando además el horizonte donde se presenta el mayor crecimiento de raíces que es donde se espera encontrar mayor cantidad de propágalos, igualmente se requiere que las raíces estén asociadas con partículas obtenidas entre rango de tamaño de 147-834 µ de la rizósfera de la planta lo cual puede ser usado como inóculo del cultivo trampa; posteriormente al reproducir los hongos se requiere de condiciones controladas, con la utilización de plantas micotróficas y sustratos estériles. Este sistema, conocido como cultivo trampa, permite multiplicar hongos nativos colectados en el campo y amplificar así la cantidad de esporas o promover la esporulación de los hongos escondidos en la muestra (Ferguson y Woodhead 1982; Cano 1996; Habte y Osorio 2001). Así mismo, las esporas en muestras de campo no están, por lo general, en condiciones adecuadas, para la identificación de las especies de hongos. Por esta razón, la multiplicación de hongos nativos en plantas trampa es importante, pues permite obtener esporas en todos los estadios de desarrollo y con todos los atributos morfológicos necesarios para su identificación (Vilar et al 2000).

En la selección de la planta trampa se sugieren criterios como ser micotrófica, de buen crecimiento, compatible a un rango amplio de hongos MA, de fácil manejo de semilla, poda y ser perenne, tolerante a plagas y enfermedades (Cuenca et al 2003). De igual manera, Ferguson y Woodhead (1982) recomienda a las monocotiledóneas como los pastos Sudan y Bahía, por sus hábitos rigorosos de crecimiento y desarrollo fibroso radicular rápido ideales para cultivos trampa. Así mismo, Hamel (1996) indica que para el establecimiento de cultivos trampa se puede utilizar suelos nativos, sugiere la mezcla de 2:1 (arena, suelo) y una duración del proceso que va de cuatro a cinco meses hasta máximo los ocho meses.

En Colombia, los estudios del efecto de los sustratos y el tipo de cultivo trampa adecuado para la multiplicación de micorrizas arbusculares son escasos, debido a ello, el objetivo del presente trabajo consiste en comparar la efectividad de diferentes especies de pastos como cultivo trampa en distintos sustratos para la multiplicación de hongos micorrizógenos nativos, útiles para el posterior establecimiento de un sistema silvopastoril con Aliso (Alnus acuminata H.B.K.) en el Municipio de Jardín (Antioquia).


Materiales y métodos

Aislamiento y purificación de hongos micorrizógenos

Un primer objetivo en este estudio lo constituyó la presencia de flora nativa de HMA asociada a una plantación de Aliso (Alnus acuminata H.B.K.) en la finca El Placer de la vereda El Cuchillón (Jardín - Antioquia); el trabajo se realizó durante el primer semestre de 2004. A partir de árboles élite de la plantación se realizaron varios aislamientos de suelo y raíces de la rizósfera de los primeros horizontes donde es probable encontrar la mayor cantidad de propágalos de los HMA. Posteriormente se hizo caracterización química del suelo (Tabla 1), se cualificó y cuantificó la presencia de esporas de hongos micorrizógenos mediante el método de adhesión-flotación (Orozco et al 2005) (Tabla 2).

Tabla 1.  Análisis químico del suelo empleado en el ensayo

Tipo de muestra

Tipo de determinación

PH

MO,
%

Al

Ca

Mg

K

P

Fe

Mn

Cu

Zn

B

NO3

S

Mo

Co

meq/100g suelo

ppm

Suelo Jardín

4.37

7

0.6

0.21

0.19

0.07

1

153

3

0.2

0.4

0.23

30

8

11.4

2.09

 

Tabla 2.  Metodología para extracción de esporas de hongos micorrizógenos

1

10 gramos de suelo rizosférico de cada pote + pirofosfato al 10%

2

Agitación por 10 minutos

3

Tamizado A :    315 - 80  M    y     80 - 53  M

4

Extracción del suelo tamizado  - el cual se lleva a un tubo donde se mezcla con solución de sacarosa al 50% luego se centrifuga por 4 minutos a 2000 rpm y se deja reposar por 15 minutos

5

Filtración de la mezcla para separación de esporas

6

Observación de esporas al estereoscopio

7

Esporas en portaobjetos para microscopio
y posterior clasificación

Separación de esporas
para multiplicación
y posterior aplicación

Tratamientos

Un segundo objetivo lo constituyó la respuesta de las plantas trampa, a la inoculación de HMA nativas en diferentes sustratos. El trabajo se realizaó durante el segundo semestre de 2004; donde se evaluó la multiplicación de los hongos micorrízogenos nativos obtenidos, en dos tipos de pastos empleados como cultivos trampa con diferentes sustratos como tratamientos (Tabla 3). El primer tratamiento consistió en suelo proveniente del rodal de aliso desinfectado con Bazamid (3,5-dimetil-(2H)-tetrahidro-1,3,5-tiadazina-2-tiona al 98%) en una dosis de 80 g/m2 (0,05%) para inhibir la población de hongos en general (incluyendo a los HMA), posteriormente se cubrió durante ocho días y se aireó por quince días. Para el tratamiento dos, el suelo se esterilizó con calor para inhibir la biota del suelo y el tratamiento tres consistió de un sustrato estéril compuesto de cuarzo, vermiculita, caolinita (2:1:0,5). Los materiales adicionales en cada tratamiento se desinfectaron con hipoclorito de sodio y ácido sulfúrico. Las unidades experimentales consistieron de potes con capacidad de 300g para todos los tratamientos.

Tabla 3.  Composición de los diferentes tratamientos utilizados en el estudio

Tratamiento

Proporción de los componentes de los tratamientos

Tratamiento 1

2

1

1

Suelo de Jardín
(Desinfectado con Bazamid al 0,05%)

Cuarzo
 (Desinfectado en hipoclorito al 1%)

Cisco de arroz
 (Desinfectado en ácido sulfúrico al  0,1%)

Tratamiento 2

2

1

1

Suelo de Jardín (esterilizado a
120 ºC – 15 PSI)

Cuarzo
(Desinfectado en hipoclorito al 1%)

Cisco de arroz
(Desinfectado en ácido sulfúrico al 0,1%)

Tratamiento 3

2

1

0,5

Cuarzo
(Desinfectado en hipoclorito al 1%)

Vermiculita

Caolinita
(Tamizada en 500 M)

Plantas trampa

Se emplearon semillas de los pastos Brachiaria (Brachiaria decumbens) y Raygrass variedad Beef Builder (Lolium perenne) las cuales se escarificación con un solución de ácido sulfúrico al 1% por un espacio de 24 horas y se lavaron con abundante agua estéril para el proceso de germinación en cámara húmeda; posteriormente se transplantaron 30 plántulas en promedio a cada una de las unidades experimentales.

Diseño experimental

Se empleó un diseño efecto fijo balanceado en bloques aleatorizados generalizado, donde el efecto del bloque se asoció con el pasto. El modelo de clasificación experimental empleado es:

Yijs = M + Pi + Tj + E s ( ij)

Yijs= Variable dependiente, efecto en el Número de esporas/g de suelo.
M
= Efecto promedio
Pi =
Efecto fijo de i-enésima del Pasto (el pasto constituyó el bloque debido a que fue el efecto ambiental donde se aplicaron los tratamientos).
Tj =
Efecto fijo de i-enésima del Tratamiento
Es(ij)
= Error experimental

Se contrastó el efecto promedio de los pastos y de los tratamientos mediante la técnica de Tukey, con base en un nivel de confiabilidad del 95%.

La variable respuesta fue el número de esporas por gramo de suelo, donde se empleó transformación de datos con base en la familia Box cox determinando por Máxima Verosimilitud la función (Y + 0.5)1/2 con el fin de validar los supuestos asociados con el diseño experimental en lo referente a la homogeneidad de varianza y a la distribución normal de los errores experimentales.

En la ejecución del experimento se asignaron aleatoriamente los tratamientos, cada uno con siete replicaciones al interior de cada pasto, lo que permite la justificación del empleo del diseño propuesto en bloques generalizados. El método estadístico experimental se complementó con el análisis descriptivo por tipo de sustrato y de pasto para evaluar el promedio y la variabilidad asociada.

Condiciones del ensayo

El ensayo se realizó en el vivero del Laboratorio de Edafología y Especies Forrajeras de la Universidad de Antioquia (Medellín), situado a 1400 msnm, con temperatura promedio de 24°C y una humedad relativa de 70%; mediante un arreglo completamente aleatorizado durante dieciséis semanas con condiciones de riego controladas y se aplicó una solución nutritiva de Hoagland's Modificada (Medina 1999) para garantizar un medio adecuado de nutrientes en la multiplicación de las esporas (Tabla 4). A partir de la semana diecisiete, se suprimió el riego por dos semanas antes de la cosecha. Se determinó el número de esporas/g de suelo seco y se cualificaron los hongos implicados en la simbiosis.

Tabla 4.  Solución Hoagland's Modificada ( según Millner y Kitt 1992)

Componente 

Concentración

Completa

Modificada

Ca(NO3)2. 4H20

5.0 Mm

2.5 Mm

KNO3

5.0 Mm

 

MgSO4.7H2O

2.0 m M

1.0 m M

EDTA Fe

0.1 m M

50.0 m M

KH2PO4

2.0 m M

10.0 m M **

H3BO3

10.0 m M

10.0 m M

Na2MoO4.7H2O

0.2 m M

0.2 m M

ZnSO4.7H2O

1.0 m M

1.0 m M

MnCl2.4H2O

2.0 m M

2.0 m M

CuSO4.5H2O

0.5 m M

0.5 m M

CoCl2.6H2O

0.2 m M

0.2 m M

NiSO4.6H2O

0.2 m M

0.2 m M

HCl 3N

25.0 m M

 

Buffer MES

0.5 m M

0.5 m M

KOH

 

Ajustar pH 5.7 - 5.8


Resultados y discusión

Aislamiento de hongos micorrizógenos

Se determinó la presencia de HMA y se cuantificó en promedio 15 esporas/g de suelo seco, esta cantidad se considera baja y va de acuerdo a lo encontrado por Guerrero (1996) donde indica que la cantidad de esporas presentes en una muestra de suelo proveniente del campo es muy reducida y recomienda reproducir los hongos en condiciones controladas, utilizando plantas micotróficas y sustratos estériles.

El hongo micorrícico determinado del suelo rizosférico en árboles de Aliso (Alnus acuminata H.B.K.) (Jardín, Antioquia) por ser el más representativo, correspondió a Glomus sp., presenta características como color naranja-miel 0/10/80/10 (INVAM), con un tamaño de 60-100µ de forma elíptica y superficie gravada con apariencia de témpano de hielo.

Efecto de tratamientos

Para la multiplicación de las esporas, que representan una fuente pura de inóculo, se utilizó suelo debido a que su producción a escala es complicada. El inóculo basado en suelo es el sistema de más amplio uso tanto en trabajos experimentales como en la práctica comercial, el cual consiste de una mezcla de esporas, raicillas infectadas y micelios en una matriz de suelo (Guerrero 1996). De igual manera se empleó una solución nutritiva buscando ajustar el nivel de nutrientes para la obtención de los hongos, según lo reportado por otros autores como Brundrett et al (1996) quienes estiman que el sustrato debe poseer un nivel moderado de nutrientes.

El análisis descriptivo permitió establecer que los tratamientos de mejor comportamiento en cuanto a promedio y variabilidad para la variable número de esporas por gramo de suelo seco fueron los tratamientos suelo de Jardín con Bazamid al 0.05% y suelo de Jardín estéril (P < 0.05). En la tabla 4 se puede apreciar que el sustrato estéril fue el que presentó la mayor heterogeneidad con un 48.1% representado en su coeficiente de variación, mientras el más homogéneo fue el suelo de Jardín desinfectado con Bazamid con un 22.1% (Tabla 5, Figura 1). La variabilidad asociada al sustrato estéril, es debida a que este tipo de material no posee las condiciones bióticas y fisico-químicas del suelo en el cual la respuesta fue altamente significativa, lo cual es corroborado por Guerrero (1996) quien explica que la multiplicación de los hongos micorrizógenos nativos, es mediada por las condiciones medioambientales del suelo donde se encuentran.

Tabla 5.  Comparación del efecto promedio para la variable Nro. de esporas/g seco de suelo con diferentes tratamientos

Tratamiento

Nro. de esporas/g de suelo

Promedio +  Std

CV

Tratamiento 1: Suelo de Jardín con Bazamid 0,05%

199 + 44.0a

22.1

Tratamiento 2: Suelo de Jardín Estéril

75.8 + 30.9b

40.6

Tratamiento 3: Sustrato estéril

13.3 + 6.4c

48.1


 

Figura 1. Comparación del efecto promedio para la variable Nro. de esporas/g suelo seco de suelo
en los diferentes tratamientos para la multiplicación de HMA de Aliso (Alnus acuminata H.B.K.)

Los resultados presentados en la tabla 4 con respecto al número de esporas para el tratamiento suelo con Bazamid al 0.05% de 199 e/g de suelo indican un alto nivel para la multiplicación de HMA (Figuras 2 y 3) y van de acuerdo a lo reportado por otros autores que resaltan la acción del Bazamid, el cual ejerce un efecto fungicida sobre la población microbiana interviniendo en el desarrollo de los hongos micorrízogenos existentes en ese suelo y la población de microorganismos patógenos sin afectar las poblaciones de bacterias, lo cual crea un equilibrio posterior al inocular el hongo micorrízogeno seleccionado dando un mejor ambiente para su multiplicación y desarrollo al no tener antagonismo con otros hongos HMA (tratamiento de suelo de Jardín con Bazamid 0,05%), en el caso del tratamiento de suelo de Jardín estéril al esterilizar el suelo éste se ve afectado en sus propiedades físico-químicas y microbiológicas lo cual afecta los resultados; sin embargo, en este estudio estos fueron significativos(76 e/g de suelo), comparado con lo reportado por Sánchez (1998) quien obtuvo un promedio de 12 e/g de suelo para café empleando suelo estéril al estudiar la presencia de HMA nativos asociados al cultivo del café y encontró además que las plantas sembradas en suelo desinfectado superaron significativamente a las sembradas en suelo natural en todas las variables evaluadas especialmente en el porcentaje de infección micorrizal; debido al efecto negativo que ocasiona la desinfección del suelo a la biota, con la consecuente disminución de los fenómenos de antagonismo y competencia que puede ocurrir en condiciones naturales.

De igual manera, en un estudio realizado por Cuenca y Chacón (1998), con el fin de evaluar la respuesta de crecimiento de guayaba (Psidium guajava) utilizó hongos micorrízogenosnativos aislados mediante la técnica del tamizado en húmedo y multiplicados en el mismo suelo desinfectado; encontrando resultados significativos en el crecimiento y porcentaje de micorrización de las plantas de guayaba (73%). Resultados similares a lo encontrado en esta investigación, donde los tratamientos suelo de Jardín con Bazamid al 0,05% y suelo de Jardín estéril presentaron resultados significativos . Así mismo, lo encontrado en este trabajo está de acuerdo a lo reportado por Hillson et al (1981) quienes estudiaron el efecto de la inoculación de 60 e/g de suelo de Glomus fasciculatum en sorgo (Sorghum vulgaris) como cultivo trampa durante cuatro meses en viveros con 14 horas de fotoperíodo en diferentes sustratos y encontraron respuesta positiva para la multiplicación de los hongos al usar mezclas de suelo nativo.


Figura 2. Comparación de las repeticiones de los tratamientos suelo de Jardín con Bazamid 0.05% (a) y suelo de Jardín estéril (b)
en el pasto Brachiaria, para la multiplicación de HMA de Aliso (Alnus acuminata H.B.K.)



Figura 3. Comparación de las repeticiones de los tratamientos suelo de Jardín con Bazamid 0,05% (a) y suelo de Jardín estéril (b)
en el pasto Raygrass, para la multiplicación de HMA de Aliso (Alnus acuminata H.B.K.)

Según Brundrett et al (1996) y Sierverding (1991) el sustrato debe tener una textura arenosa y se puede pasteurizar, recomiendan además el uso de vermiculita como componente importante por su aporte de potasio, magnesio, capacidad buffer y no permite que el medio de cultivo se asiente evitando la compactación del mismo; permitiendo mantener una porosidad apropiada para la ubicación y supervivencia de esporas, lo que se traduce en buenas posibilidades de almacenamiento; sin embargo, en este estudio, el tratamiento sustrato estéril, que contenía vermiculita, (Figuras 4) no presentó una adecuada multiplicación de las esporas. Lo anterior, contrasta con lo recomendado por Brundrett et al (1996) y va acorde a lo reportado por Guerrero (1996) y por Dodd y Thompson (1994), quienes reportan que el desarrollo de la micorriza está relacionado con factores abióticos (propiedades físico-químicas del suelo, variaciones climáticas) y factores bióticos (tipo de comunidad vegetal, condiciones fisiológicas de las planta hospedera e interacciones con otros organismos).


Figura 4. Comparación de las repeticiones del tratamiento sustrato estéril en el pasto Raygrass (a) y Brachiaria (b)
para la multiplicación de HMA de Aliso (Alnus acuminata sp.)

Efecto de los pastos

El número de e/g de suelo obtenido en los dos pastos seleccionados como cultivos trampa fue significativo, debido a la alta capacidad de desarrollo radicular y vigorosidad de ambas especies; sin embargo, el pasto de mejor comportamiento en cuanto a promedio y variabilidad, correspondió al pasto Raygrass, que presentó diferencias estadísticas significativas (P < 0.05) con respecto al pasto Brachiaria (Figura 5); lo cual es corroborado por Ferguson y Woodhead (1982) quienes recomiendan a las monocotiledóneas como los pastos Sudan y Bahía, por sus hábitos vigorosos de crecimiento y desarrollo fibroso radicular rápido ideales para cultivos trampa.


Figura 5. Comparación del efecto promedio para la variable Nro. de esporas/ gramo de suelo
en los pastos Brachiaria (Brachiaria decumbens) y Raygrass variedad Beef Builder (Lolium perenne)

En un estudio realizado por Asano et al (1997) quienes utilizaron como sustrato una mezcla de tierra negra de suelos ácidos (50%) y arena de río (50%) desinfectada y como cultivo trampa el pasto Brachiaria decumbens; obtuvieron 564 e/g de suelo de Glomus fasciculatum y 437 e/g de suelo de G. albidum; demostrando que el pasto Brachiaria decumbens y el género Glomus, poseen alta afinidad, lo cual va acorde con lo presentado en este trabajo.

Hamel (1996) y Brundrett et al (1996) presentan las especies sorgo (Sorghum sp), maíz (Zea mais), pasto Sudan, pasto Bahía (Paspalum sp.), Andropogun y kudzú (Pueraria phaseloides) como cultivos trampa por su rápido crecimiento y multiplicación inicial de micorrizas. Así mismo, Asano et al (1997) presentan las especies B. decumbens y Pueraria phaseloides; como hospederos que arrojan buenos resultados en la reproducción de esporas. Estos autores recomiendan ensayar otros materiales vegetales como hospederos (Centrosema sp., Arakis pintoi, entre otros) como alternativa para la multiplicación de otras esporas. De acuerdo a lo presentado en este trabajo, el pasto Raygrass puede recomendarse también como cultivo trampa alternativo para la multiplicación de hongos micorrizógenos.
 

Conclusiones

Agradecimientos

Los Autores expresan sus agradecimientos al Doctor Hernando Orozco de la Universidad Nacional por su asesoría y a la UMATA del Municipio de Jardín (Antioquia) por su colaboración; y a CORANTIOQUIA por la cofinanciación del proyecto.
 

Referencias

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Received 11 June 2005; Accepted 3 December 2005; Published 10 February 2006

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